Metodos de Identificacion [PDF]

Zitiervorschau

Universidad Privada Norbert Wiener

Tema: Métodos de identificación Curso: Toxicología y Química Legal QF: Manuel Hernández Integrantes: - Beltrán Ore, Marilia - Cruz Bello, Jhoselin - Candela Sánchez, Giovana - Sánchez Pérez, Guillermo - Gamarra Surita, Ida - Alvarez Olivera, Claudia - Rimac Niño, Angela

Sección: FB9N1 2017

SILDENAFILO FUNDAMENTOS: El acetonitrilo: es el compuesto químico con fórmula CH3CN. Este líquido incoloro es el nitrilo orgánico más simple. Se produce principalmente como un subproducto de la fabricación del acrilonitrilo. Sildenafilo: Es un polvo fino de color blanco, sin olor y libre de material extraño, con punto de fusión de 187 – 189º C y de ebullición de 672.4º C a 760 mm Hg, es soluble en agua y etanol. VALORACIÓN. MGA 0241, CLAR Solución de trietilamina pH 3.0. Diluir 7.0 mL de trietilamina grado CLAR a 1 L. Ajustar el pH de la solución a 3.0 ± 0.1 con ácido fosfórico y mezclar. Diluyente. Mezcla de acetonitrilo y agua (90:10) Fase móvil. Mezcla filtrada y desgasificada de solución de trietilamina pH 3.0, metanol y acetonitrilo (58:25:17 v/v/v). Preparación de referencia. Preparar una solución de la SRefFEUM de citrato de sildenafilo con una concentración equivalente a 0.02 mg/mL de sildenafilo en fase móvil. Preparación Concentrada de la muestra. Dispersar 1 tableta en al menos 5 mL de diluyente con la ayuda de ultrasonido. Ya que la tableta esté completamente dispersada, transferir a un matraz volumétrico de 250 mL y llevar a volumen con fase móvil mezclando de manera rotatoria. Centrifugar una porción de la muestra a 3000 rpm durante 5 minutos y usar el sobrenadante para la preparación diluida. Preparación diluida de la muestra. Transferir un volumen del sobrenadante, medido con precisión a un matraz volumétrico adecuado, de tal manera que cuando se afore, la concentración final sea de aproximadamente 0.02 mg/mL de sildenafilo. Diluir a volumen con fase móvil y mezclar. Condiciones del equipo. Detector de luz UV, a una longitud de onda de 290 nm; columna de 15 cm x 3.9 mm; empacada, con Ll de 5 µm mantenida a 30oC, flujo 1.0 mL/min. Tiempo de corrida: no menos de 1.5 veces el tiempo de retención de sildenafilo. Procedimiento. Inyectar al cromatógrafo repetidas veces, volúmenes iguales de la preparación de la referencia (20 µL), registrar el área de los picos. El factor de coleo es no mayor que 1.3 para el pico de sildenafilo y el coeficiente de variación

no es mayor que 3.0 %. Una vez obtenidos los parámetros de operación, inyectar al cromatógrafo, por separado, volúmenes iguales (20 μL) de la preparación de referencia y de la preparación diluida de la muestra. Obtener sus cromatogramas correspondientes y calcular el área de los picos.

http://www.farmacopea.org.mx/Repositorio/Documentos/507.pdf

MISOPROSTOL

FUNDAMENTO Misoprostol: Líquido oleoso incoloro o amarillento. Higroscópico. Soluble en alcohol; moderadamente soluble en acetonitrilo y prácticamente insoluble en agua. VALORACIÓN Sistema cromatográfico - Emplear un equipo para cromatografía de líquidos con un detector ultravioleta ajustado a 200 nm, una columna de 25 cm 4,6 mm con fase estacionaria constituida por octadecilsilano químicamente unido a partículas de sílice de 5 µm de diámetro con un área de superficie específica de 220 m2 /g y una carga de carbono de 7 %. Mantener la columna aproximadamente a 40 °C. El caudal debe ser de aproximadamente 0,75 ml por minuto. Fase móvil - Agua, acetonitrilo y solución de ácido fosfórico al 2,45 % (55:45:0,5). Preparación estándar - Pesar exactamente alrededor de 10 mg de Misoprostol SR-FA, transferir a un matraz aforado de 5 ml, disolver y completar a volumen con acetonitrilo. Preparación muestra - Pesar exactamente alrededor de 10 mg de Misoprostol, transferir a un matraz aforado de 5 ml, disolver y completar a volumen con acetonitrilo. Aptitud del sistema (ver 100. Cromatografía) - Cromatografiar la Preparación estándar y registrar las respuestas de los picos según se indica en Procedimiento: la resolución R entre misoprostol y los picos de impureza A de misoprostol no debe ser menor de 1,9. El tiempo de retención para misoprostol debe ser aproximadamente 20 minutos. Los tiempos de retención relativos deben ser aproximadamente 0,9 para las impurezas A, C y el primer pico de la impureza B de misoprostol, y 0.95 para el segundo pico de la impureza B de misoprostol, siendo el primer pico de la impureza B una mezcla de 7-[(1RS,2SR,3RS)-3-hidroxi2-[(1E,4RS)-4-hidroxi- 4-metilocten-1-il]-5-oxociclopentil]heptanoato de metilo y 7[(1RS,2SR,3RS)-3-Hidroxi-2-[(1E,4SR)-4-hidroxi -4-metilocten-1-il]-5oxociclopentil]heptanoato de metilo (12-epimisoprostol) y la impureza C una mezcla de 7-[(1RS,2RS,3RS)-3-hidroxi-2-[(1E,4RS)-4-hidroxi- 4-metilocten-1-il]-5oxociclopentil]heptanoato de metilo y 7-[(1RS,2RS,3RS)-3-Hidroxi-2-[(1E,4SR)-4hidroxi -4-metilocten-1-il]-5-oxociclopentil]heptanoato de metilo (11epimisoptrostol).

Procedimiento - Inyectar por separado en el cromatógrafo volúmenes iguales (aproximadamente 10 µl) de la Preparación muestra y la Preparación estándar, registrar los cromatogramas y medir las respuestas de los picos principales. Calcular la cantidad de C22H38O5 en la porción de Misoprostol en ensayo.

http://www.anmat.gov.ar/webanmat/fna/pfds/Libro_Segundo.pdf

IDENTIFICACIÓN DE COCAÍNA 1.- Prueba de Scott Reactivos: El reactivo tiocianato de cobalto puede ser preparado disolviendo 10 g de tiocianato de cobalto(II) en una mezcla de 490 mL de agua destilada y 500 mL de glicerol. Fundamento: La prueba del tiocianato de cobalto es llevada a cabo colocando aproximadamente 2 a 4 mg de una sustancia objetivo en un tubo de ensayo de vidrio, luego se agregan 5 gotas de reactivo de tiocianato de cobalto. Después de agitar, se agrega 1 o 2 gotas de ácido clorhídrico concentrado (también pueden usarse otros ácidos1), y se agita nuevamente el tubo. Finalmente se agregan 10 gotas de cloroformo (o un solvente similar), y se mezclan los líquidos en un mezclador de vórtice, permitiéndoles luego reposar y separarse en dos capas. El color final de la fase del cloroformo (orgánica) es registrado. Resultado: La adición de reactivo de tiocianato de cobalto a clorhidrato de cocaína resulta en la superficie de las partículas volviéndose de un azul brillante (azul débil para la pasta básica de cocaína). Conclusión: -Posible presencia de cocaína en la muestra. - La difenhidramina y la lidocaína también dan fases orgánicas azules. Estos compuestos son conocidos por dar falsos positivos para la cocaína.

Identificación de Marihuana 1.-Prueba de Duquenois – Levine Reactivos: El reactivo de Duquenois-Levine, utilizado en esta prueba, puede ser preparado agregando 10 g de vainillina y 5 mL de acetaldehído a 500 mL de etanol. Fundamento: Esta prueba es efectuada colocando aproximadamente 10 a 20 mg de una sustancia objetivo en un tubo de ensayo de vidrio, luego se agrega 10 gotas del reactivo de Duquenois. Después de agitar, se agrega 10 gotas de ácido clorhídricoconcentrado, y el tubo es agitado nuevamente. Se registra cualquier color que resulta después del paso de agregar ácido clorhídrico. A continuación se agregan 20 gotas de cloroformo (o un solvente similar), y el contenido del tubo es mezclado en un mezclador de vórtice, luego se le permite reposar y separar en dos fases. Se registra cualquier color que se transfiera a la fase orgánica. Resultado: La marihuana se vuelve púrpura con la adición del reactivo de Duquenois-Levine y ácido clorhídrico. Al agregarse el solvente orgánico, el color púrpura se transfiere a la fase orgánica, indicando una prueba positiva para cannabinoides.

Conclusión: -Posible presencia de marihuana en la muestra.

CIANURO Ensayo cualitativo Se basa en la formación de un complejo azul de ferriferrocianuro (azul de Prusia) con los iones ferrosos. Muestras: Contenido estomacal y residuos de la escena. Tener cuidado con las muestras que contienen cianuros ya que liberan ácido cianhídrico en contacto con el agua y a pH ácido. Reactivos: Solución acuosa de hidróxido de sodio (100 g/l). Solución acuosa de sulfato ferroso (100 g/l) recientemente preparada. Solución acuosa de ácido clorhídrico (100 ml/l). Procedimiento: Diluir 1 ml de la muestra con 2 ml de solución del hidróxido de sodio. Agregar 2 ml de solución de sulfato ferroso. Agregar ácido clorhídrico en cantidad suficiente para disolver el precipitado de hidróxido ferroso. Resultado: Un color azul indica la presencia de cianuro. No existen fuentes comunes de interferencia. Sensibilidad: 10 mg/l. Ensayos cuantitativos Muestras: Sangre entera heparinizada (0,1 - 1,0 ml) que puede ser conservada a 4°C durante 1-2 días si el análisis no se realiza inmediatamente. El cianuro en sangre es poco estable si se guarda a temperatura ambiente (20°C) Métodos por microdifusión Se basan en la liberación de cianuro de hidrógeno y la formación subsiguiente de un complejo coloreado. Método del p-nitrobenzaldehído / o-dinitrobenceno Reactivos:

Solución acuosa de hidróxido de sodio (0,5 mol/l). Solución acuosa de ácido sulfúrico (3,6 mol/l). p-nitrobenzaldehído (0,05 mol/l) en 2-metoxietanol. o-dinitrobenceno (0,05 mol/l) en 2-metoxietanol. Testigos: Solución acuosa de cianuro de potasio (10 mg/l, correspondiente a 4 mg/l de ión de cianuro). Procedimiento: Tomar tres cámaras de microdifusión y agregar a cada una en el compartimiento central.   

0,5 ml de solución del p-nitrobenzaldehído. 0,5 ml de solución del o-dinitrobenceno. 0,1 ml de solución del hidróxido de sodio.

En el compartimiento exterior agregar 0,1 ml de:   

Cámara Nº 1 Agua destilada Cámara Nº 2 Solución patrón de cianuro de potasio Cámara Nº 3 Muestra de sangre problema

A cada cámara en la parte exterior agregar 0,5 ml de agua destilada y en el lado opuesto, 1,0 ml de ácido sulfúrico diluido. Se tapa cada cámara usando silicona componentes del compartimiento externo.

y cuidadosamente se mezclan los

Incubar a temperatura ambiente durante 20 minutos y agregar 1 ml de solución acuosa de metanol (1:1) en el compartimiento interno. Transferir el contenido del compartimiento interno de la cámara a un tubo graduado de 5,0 ml y llevar a volumen (5 ml) con solución acuosa de metanol (1:1) Resultados: El color rojo obtenido con las soluciones que contienen cianuro son estables durante aproximadamente 15 minutos.

Medir la absorbancia de las soluciones de las cámaras 2 y 3 a 560 nm contra blanco de agua destilada (cámara Nº 1). Calcular la concentración del ión cianuro en la muestra utilizando la concentración y la absorbancia obtenida del patrón. Sensibilidad: 0,5 mg/l.

FENOTIAZINA REACCION CROMÁTICA- Método de determinación cualitativa: De acuerdo al grupo funcional: Grupo funcional: fenotiazinas Ensayo o reacción: Tricloruro férrico; Formaldehído-sulfúrico; FPN Procedimiento: A 1 ml de orina agregar 1 ml del reactivo y mezclar durante 5 segundos. Resultado: un cambio de coloración del rosa a rojo, naranja, violeta o azul, hace pensar en la presencia de fenotiazinas.

INSECTICIDAS ORGANOCLORADOS: Los Insecticidas Organoclorados (O-C) son compuestos Aryl, carbocíclicos o heterocíclicos de peso molecular entre 291 y 545 que actúan como insecticidas de ingestión y de contacto. Se derivan en 04 grupos:    

Derivados del clorobenzeno: DDT, metoxicloro. Derivados de ciclohexano (C6H6Cl6): HCH, lindano Ciclodienos o derivados del indano: aldrín, dieldrín, clordano, heptaclor. Canfenos clorados: clordecona, toxafén.

Fueron los primeros insecticidas químicos. Su cinética está condicionada por su alta liposolubilidad y por la ineficacia de las vías metabólicas de varios de ellos que condiciona su bioacumulación. Todos ellos se absorben por la piel, vía respiratoria y digestiva. La absorción dérmica es variable. Su intensa lipofilia les hace muy afines a los tejidos grasos donde tienden a acumularse en proporción inversa al grado de biotransformación orgánica y de excreción. Además del tejido adiposo se concentran en otros tejidos ricos en grasa neutra como glándula adrenal, manifestando además un efecto estrogénico.

Los O-C actúan cambiando las propiedades electrofisiológicas y enzimáticas de las membranas de la célula nerviosa, sobre todo a nivel axonal. Producen un cambio en la cinética del flujo de iones Na y K a través de la membrana así como alteraciones del ion Ca y de la actividad Ca-ATPasa y fosfoquinasa. Dan lugar a un elemento de la repolarización que produce la propagación de potenciales de acción múltiples para cada estimulo. El DDT y sus análogos actúan particularmente en el axón nervioso prolongando la apertura del canal de sodio. DESARROLLO DEL PROCEDIMIENTO Principio: Identificación de la presencia de organofosforados en contenido gástrico, orina y sangre mediante cromatografía de capa fina. Preparación de la muestra. 1. Recepción de la evidencia en las instalaciones de los laboratorios del Sistema. 2. Verificación de la información documentada adjunta a la evidencia (cadena de custodia, orden de fiscal, acta de posesión de perito, formato de solicitud de análisis en el caso de muestras recibidas en los laboratorios del Sistema). 3. Registro gráfico y textual de las condiciones de la recepción de la muestra. 4. Una vez designado el código alfanumérico a las muestras. 5. Proceder a realizar el respectivo análisis. 6. Disponer de 5 ml de muestra de sangre, 30 ml de muestra de orina, 10 ml de contenido gástrico extraídas del paciente. 7. Colocar la muestra biológica en un matraz Erlenmeyer. 8. Acidificar la muestra colocando 1 ml de ácido clorhídrico 9. Colocar 15 ml de éter de petróleo a la muestra biológica 10. Agitar la muestra biológica manualmente o en un agitador por 30minutos 11. Filtrar directamente la muestra biológica colocando en un vaso tapado, o en un matraz Erlenmeyer con un papel filtro que tiene polvo de SO4Na2 anhidro. 12. Evaporar totalmente la muestra biológica en una sorbona a sequedad.

13. Retomar la muestra biológica con éter de petróleo en un vaso de precipitación, mediante el uso de capilares 14. Sembrar en una placa de cromatografía la muestra biológica retomada y su respectivo estándar de referencia empleando capilares 15. Colocar la placa de cromatografía sembrado en un mediocromatográfico o cubeta cromatográfica preparado previamente (hexano 50 ml -cloroformo 50 ml o diclorometrano 80 ml – acetato de etilo 20 ml) 16. Revelar la placa cromatográfica con reactivo específico para órgano fosforados: -En caso de KOH al 5% en metanol calentar la placa por 10 minutos luego de la aspersión A 110°C -En caso de reactivo paladiosos luego de la aspersión calentar en un estufa por 15 minutos a 100°C. 17. Secar la placa cromatográfica. 18. Observar la formación de maculas directamente o con ayuda de una lámpara ultravioleta. 19. Reportar las pruebas en una bitácora personal y en el respectivo informe pericial. NOTA: Para cuantificar los metabolitos en estos ensayos cualitativos se utilizará la técnica de cromatografía de líquidos/gases con espectrometría de masas.

Insecticidas carbamatos: Los carbamatos se usan como insecticidas, tienen una estructura química basada en el ácido carbamico, se absorben por todas las vías del cuerpo humano: respiratoria, dérmica, digestiva, la exposición ocupacional es más común por vía dérmica y pulmonar, pudiendo ocurrir durante los procesos de formulación, mezcla, aplicación y almacenamiento. La ingestión es más común en casos de envenenamiento voluntario. No se acumulan en el organismo, se distribuyen rápidamente por todos los órganos, tejidos y son inhibidores de la colinesterasa. Preparación de la muestra. 1. Recepción de la evidencia en las instalaciones de los laboratorios del Sistema. 2. Verificación de la información documentada adjunta a la evidencia(cadena de custodia, orden de fiscal, acta de posesión de perito, formato desolicitud de análisis en los laboratorios del Sistema). 3. Registro gráfico y textual de las condiciones de la recepción de lamuestra. 4. Designación del código alfanumérico a las muestras. 5. Proceder a realizar el respectivo análisis. 6. Disponer de 30 ml de muestra biológica de orina y 10 ml decontenido gástrico. 7. Colocar la muestra biológica en un matraz Erlenmeyer 8. Acidificar la muestra colocando 1 ml de ácido clorhídrico. 1 N 9. Colocar 30 ml de éter de petróleo a la muestra biológica 10. Agitar la muestra biológica manualmente o en un agitador por 30 Minutos 11. Filtrar directamente la muestra biológica colocando en un vaso tapado, o en un matraz Erlenmeyer con un papel filtro que tiene polvo deSO 4Na2 anhidro 12. Evaporar totalmente la muestra biológicas en una sorbona asequedad. 13. Reportar las pruebas en una bitácora personal y en el respectivo informe pericial. NOTA: Para cuantificar los metabolitos en estos ensayos cualitativos se utilizará la técnica de cromatografía de líquidos/gases con espectrometría de masas.

CODEÍNA

La codeína es un analgésico narcótico obtenido del opio o por metilación de la morfina. La codeína es metabolizada por O-demetilación y N-demetilación para dar morfina y norcodeína, respectivamente, y por conjugación forma glucurónidos y sulfatos de ambas drogas y metabolitos. La dosis fatal estimada de codeína en un adulto es 800 mg. Sin embargo la codeína es mucho menos tóxica que la morfina y la muerte por codeína es rara. Grupo funcional: Benzodiacepinas: Formaldehído-sulfúrico Reacciones de color Muestras: orina, contenido estomacal, restos de la escena. Reactivos Liebermann: Procedimiento: agregar 0,5 ml de reactivo a la muestra y calentar en baño maría durante3 minutos. Resultados a) un color naranja lo producen sustancias que contienen un anillo bencénico monosustituído no unido a C=O, N–C (=O) – o un anillo que contiene el grupo C=N–O–. b) un color naranja o marrón es dado por sustancias que contienen 2 anillos bencénicosmonosustituídos. c) una amplia gama de colores la dan compuestos que contienen grupos: –OH, O– alquil o –O–CH2O– unidos a un anillo bencénico o a un anillo policíclico que contiene un anillo bencénico. Mandelin:Este reactivo posee ácido concentrado por lo que se recomienda no aspersionarlo sobre laplaca. Exponer la misma a los vapores. Diferentes colores pueden ser obtenidos según lasustancia presente.Procedimiento: agregar 0,5 ml de reactivo a la muestra y calentar en baño maría durante3 minutos.Resultado: diferentes colores pueden observarse según la sustancia presente. Marquis:Este reactivo posee ácido concentrado por lo que se recomienda no aspersionarlo sobre laplaca. Exponer la misma a los vapores. Los alcaloides relacionados con la morfina danmanchas negras o violetas.

Procedimiento: colocar una pequeña cantidad de la muestra (1 a 2 mg de polvo o una o dosgotas si se trata de un líquido) en una placa y agregar el reactivo de Marquis gota a gota y nomás de tres gotas.Resultado: una gama de colores permite identificar gran cantidad de compuestos. Estructurasque tienden a dar una coloración violácea en orden decreciente de respuesta: anillos sulfúricos(con o sin anillo aromático); anillos con oxígeno (con anillo aromático); compuestosromáticos. Los colores específicos se señalan en las monografías de acuerdo a la sustancia ogrupo de sustancias.

https://es.slideshare.net/lagarteam/informe-alcaloides-final030614?qid=081c830de1fe-4dd0-9750-b87f5ea2b7b0&v=&b=&from_search=1 http://www.bvsde.paho.org/bvstox/e/fulltext/marcha_toxicologica.pdf

https://es.slideshare.net/xFlorlyx/determinacion-de-benzodiacepinas

https://es.scribd.com/doc/68441696/LT-4-SULFOCROMICA La Mezcla sulfocromica es el ácidosulfuricoconcentrado (H2SO4) saturado con dicromato de potasio K2Cr2O7 (ocromato de potasio, es igual).Cuanto más saturado este el ácidocon dicromato es mejor. 1. Pesar 60 gramos de dicromato de potasio. 2. colocarlo en un recipiente adecuado, y agregar 200 ml. de agua destilada. 3. Calentar, y dejar enfriar, colocar en un ba;o de hielo. 4. agregar el ácidosulfurico, 800 ml., concentrado, lentamente, y con agitacion constante. 5. utilizar, gafas, mascarilla, y guantes, de preferencia hacerlo en una campana de extraccion, con la extraccion de vapores toxicos, funcionando.

La mezcla sulfocrómica es una mezcla de ácido sulfúrico concentrado y cromato de potasio, que posee importantes características oxidantes y corrosivas. Es ideal para limpiar el material de laboratorio, tanto de vidrio como de plástico, pero puede causar quemaduras muy importantes, porque el ácido es muy higroscópico

(reactivo con el agua de la piel) asi que tené mucho cuidado al manipularla y además el cromo es tóxico.

BENZODIAZEPINAS Ensayo cualitativo Muestras: orina, contenido estomacal y residuos de la escena. Es aconsejable realizar sobre una fracción de la orina la hidrólisis a benzofenona. Laransformación a benzofenona se realiza en un medio fuertemente ácido durante

una hora a100 °C. Luego se lleva a pH alcalino con NaOH 30% y se la extrae con cloroformo. Hidrólisis a benzofenonas Mezclar 3 ml de ácido clorhídrico concentrado y 10 ml de muestra en un tubo de vidrio de 30 ml de capacidad con tapa. Colocar bajo campana, en baño maría durante 30 minutos. Enfriar y agregar 10 ml de cloroformo, tapar el tubo y rotar cuidadosamente durante 10 minutos. Centrifugar durante 5 minutos y transferir la capa superior, orgánica, a un tubo limpio. Evaporar el extracto a sequedad para luego investigar por CCD. Cromatografía en capa delgada Muestras: orina, contenido estomacal y residuos de la escena. Procedimiento: Las benzodiazepinas se pueden investigar por cromatografía en capa delgada, utilizando como fase móvil los sistemas: CB, CC, CF y Cloroformo Mientras que para las benzofenonas se utilizan: CC, CD, Tolueno y Tolueno: isopropanol: amoníaco (85:15:1)

Revelado para benzodiazepinas    

Luz UV (generalmente fluorescencia azulada) Ácido clorhídrico al 10% Aumento de fluorescencia al UV Dragendorff: positivo

Revelado para benzofenonas - Formación de base de Schiff mediante la reacción de Bratton-Marshall

- Tricloroacético al 15% y para-dimetil-amino-cinamaldehído (p-DMCA) al 1% en metanol Resultados de benzofenonas: - Reacción de Bratton-Marshall:todas las benzodiazepinas capaces de formar benzofenonasreaccionan formando una base de schiff de color rosado, excepto el diaczepán que da coloramarillo. - Con el revelado de tricloroacético y p-DMCA se pueden distinguir algunas benzodiacepinasdebido a que forman compuestos coloreados de sus benzofenonas. Benzofenonade nitrazepán clordiazepóxido bromazepán flunitrazepán clonazepán diazepán oxazepán medazepán lorazepán triazolán

Color amarillo + aureola celeste violeta marrón amarillo celeste fucsia violeta incoloro incoloro incoloro

Es conveniente utilizar sulfatiazol como testigo en la corrida, ya que con el mismo secomparan las benzodiazepinas, agrupándolas según su Rf sea mayor, menor o igual que el Rfdel sulfatiazol. La interpretación de los resultados puede ser difícil ya que muchos compuestos danmetilaminoclorobenzofenonas y/o el aminoclorobenzofenonas por hidrólisis de orina. Porejemplo, puede que no sea posible diferenciar entre temazepán u oxazepán y diazepán onordazepán ya que estos compuestos dan una estructura química similar de benzofenonas. Los siguientes compuestos no forman benzofenonas por hidrólisis: medazepán, triazolán,clobazán, norclobazán y midazolán.

CUMARINAS

IDENTIDICACION Son fluorescentes a la luz ultravioleta y para aumentar la intensidad, se tratan previamente con amoniaco. MÉTODO DE DETECCIÓN VEGETAL: 

Introducir una pequeña cantidad de material humectado en agua, en un tubo de ensayo, el cual se cubre con un papel de filtro previamente humedecido con sosa diluida



Calentar el tubo al baño maría hirviente durante varios minutos y se observa el papel de filtro a la luz ultravioleta, debiendo aparecer fluorescencia amarillo-verdosa.

La mayoría de los métodos empleados para detectar derivados cumarínicos se basan en la cromatografía del extracto, pulverizando con reactivos como el ácido difenilbórico, éster β-aminoetílico, ácido sulfanílico diazotado y potasa o bien acetato de uranilo.

ENSAYO CUALITATIVO Muestra: plasma o suero (1 ml). CROMATOGRAFÍA EN CAPA DELGADA Los cumarínicos se pueden detectar en cromatografía en capa delgada, previa extracción de la muestra de sangre: 

A 1 ml de la muestra y testigo se agregan 0,9 ml de ácido clorhídrico diluido, 0,1 ml de acetona y 5 ml de cloroformo.



Mezclar durante 2 minutos en un agitador mecánico y centrifugar por 10 minutos.



Retirar la capa superior acuosa, filtrar el extracto clorofórmico a través de papel de filtro. El extracto se evapora a sequedad bajo corriente de aire comprimido o nitrógeno.



Disolver el residuo en 50 µl de cloroformo, sembrar en la placa y desarrollarla hasta una altura de 10 centímetros.



Fase móvil el sistema: n-butil acetato: cloroformo :solución acuosa de ácido fórmico (850 ml/l) (60:40:10).

REVELADO 

Observar la fluorescencia al UV

 

Warfarina: purpúrea oscura Fenprocoumon: púrpura más brillante

Las concentraciones plasmáticas aproximadas de estos compuestos pueden ser evaluadas por la comparación con los resultados obtenidos con patrones de concentraciones conocidas, sembrados y corridos en la misma placa. Sensibilidad: Warfarina o fenprocoumon 0,5 mg/l.

BARBITURICOS LABORATORIO 

Reacciones de color

MUESTRAS: orina, contenido estomacal, resto de la escena. REACTIVOS: Parry-Koppanyi y Zwikker PROCEDIMIENTO: 

Parry-Koppanyi: Agregar la solución de nitrato cobaltoso a unas gotas del extracto en placa de toque. Agregar una gota de solución de isopropilamina.



Zwikker: Agregar 0,5 ml de la solución de sulfato de cobre a una fracción del residuo de la muestra o a 0,5ml del extracto en un tubo de ensayo. Incorporar igual volumen de solución clorofórmica de piridina.

RESULTADOS 

Reactivo Parry-Koppanyi: violeta



Reactivo de Zwikker: rojo-violeta

REVELADO 

A la luz UV



Cloruro de mercurio- difenilcarbazona



Nitrato de plata: blanco



Permanganato de potasio: Tiobarbitúricos y barbitúricos con cadena larga insaturada dan color amarillo con fondo violeta.



Zwikker: barbitúricos, púrpura; Tiobarbitúricos, verde.

ENSAYO CUANTITATIVO Muestras: sangre entera, plasma o suero (5 ml). Reactivos



Buffer borato, pH 8,4.



Mezclar 22,4 g de tetraborato disódico con 76 ml de solución acuosa de ácido clorhídrico (1 mol/l) y diluir a 2 litros con agua destilada.



Solución acuosa de ácido clorhídrico (2 mol/l).



Ácido sulfúrico concentrado (densidad relativa 1,83).



Hidróxido de amonio concentrado (densidad relativa 0,88).



Mezcla sulfato de sodio/carbón activado.



Agregar 100 mg de carbón activado a 100 g de sulfato de sodio anhidro, mezclar completamente y calentar en una cubeta, para secar la mezcla, a 100°C durante 8 horas.



Enfriar y guardar en un frasco hermético oscuro.

TESTIGOS: Preparar soluciones de barbital en las concentraciones de 5, 10, 25 y 50 mg/l en plasma humano (blanco), a partir de una solución acuosa de barbital sódico que contenga 1,12 g/l, equivalente a ácido dietilbarbitúrico en una concentración de 1,00 g/l. PROCEDIMIENTO: 

Colocar 5 ml de muestra en una ampolla de decantación de 250 ml de capacidad, y agregar 2 ml de ácido clorhídrico y 60 ml de éter dietílico (con cuidado). Lubricar con agua destilada el tapón de la ampolla, tapar y mezclar por inversión durante 2 minutos. Purgar cada tanto la ampolla para evitar proyecciones de la tapa y líquidos. Dejar descansar 5 minutos y desechar la capa inferior, fase acuosa, por la parte inferior de la ampolla donde está la llave.



Pasar el extracto obtenido en éter dietílico a una segunda ampolla de separación conteniendo 10 ml de buffer borato y mezclar durante 1 minuto. Dejar descansar 5 minutos y nuevamente desechar la fase acuosa inferior por el vástago de la ampolla. Lavar la ampolla con 5 ml de agua destilada, dejar decantar 5 minutos y nuevamente desechar la fase acuosa.



Agregar aproximadamente 4 g de la mezcla de sulfato de sodio/carbón activado a la fase etérea de la ampolla, agitar y filtrar el extracto a través de papel de filtro recogiendo en un erlenmeyer de 150 ml de capacidad.



Agregar 20 ml de éter etílico a la ampolla de decantación, agitar y reunir al extracto orgánico anterior pasando primero a través de un papel de filtro. Evaporar el extracto a sequedad en un baño de agua a 40°C o bajo una corriente de aire o nitrógeno.



Agregar 5 ml de agua destilada al extracto seco en el erlenmeyer, mezclar suavemente y dejar descansar 5 minutos. Fíltrar el extracto reconstituído a través de papel de filtro y recoger en un tubo de 12,5 cm. Verificar que el espectrofotómetro esté en 0 a 240 nm con agua destilada en ambas posiciones, tanto en la muestra y como en referencia.



Agregar 4 ml de filtrado de la muestra en una cubeta limpia y seca, agregue 50 µl de hidróxido del amonio concentrado y mezcle con una varilla de plástico. Controlar que el pH sea aproximadamente 10 (con papel indicador universal).



Rápidamente medir la absorbancia a 240 nm contra el blanco de agua destilada. Si fuera necesario, diluir con exactitud una porción del extracto con

agua

destilada

y

leer

nuevamente.

Si

se

dispone

de

un

espectrofotómetro de barrido espectral hacerlo entre 200 – 450 nm. Repetir la lectura o realizar un barrido después de 5 minutos. 

Agregar 0,1 ml de ácido sulfúrico concentrado a la cubeta correspondiente a la muestra, mezclar usando una varilla plástica y controlar que el pH sea aproximadamente 2 (con papel indicador universal). Repetir la lectura (240 nm) o realizar un barrido entre (200-450 nm).

RESULTADOS: 

Varios compuestos pueden interferir. La glutetimida es hidrolizada rápidamente a valores de pH alcalinos, de modo que la absorbancia a 240 decrecerá notablemente después de 5 minutos a pH 11, si este compuesto está presente. La presencia de otros compuestos, como metaqualona o

fenazona (por ejemplo, dicloralfenazona), puede revelarse barriendo en la región 200-450 nm. Agregando 0,1 ml de hidróxido de sodio a 2 mol/l al extracto amoniacal se produce un cambio espectral característico que puede ser útil en el trabajo cualitativo. 

Para realizar la cuantificación, se mide la diferencia entre la absorbancia a pH 10 y a pH 2, se construye el gráfico de calibración con el análisis de las soluciones estándares del barbitúrico y se calcula la concentración del barbitúrico en la muestra. Alternativamente se puede usar la fórmula siguiente:



cc. de Barbituratos en mg/l= (Absorbancia a pH 10 – Absorbancia a pH 2) x factor de dilución x 25



Se puede trabajar con volúmenes más pequeños que 5 ml pero se debe contar con las cubetas y equipamiento apropiado para ello.

Sensibilidad: 2 mg/l. Barrido al UV 

Se puede obtener espectros característicos a pH 2, 10 y 14 de acuerdo a lo que se indica.

Toxicología

libro

analítica.

Disponible

https://www.academia.edu/11474195/Toxicologia_libro_analitica?auto=download.

en:

IDENTIFICACION DE ESTRICNINA

La estricnina es un polvo cristalino blanco, inodoro sin color y amargo que puede ser ingerido, inhalado o mezclado en una solución e inyectado directamente en las venas. Se considera un veneno fuerte y una pequeña cantidad puede ocasionar serios efectos de salud, incluyendo la muerte. Actualmente esta sustancia química se utiliza principalmente como un pesticida para matar ratas, pero también puede encontrarse en las drogas de "venta en la calle". En el pasado, la estricnina estaba disponible en píldoras y se utilizaba para tratar muchas enfermedades en las personas. Hoy en día, la estricnina es utilizada principalmente como pesticida, específicamente para matar ratas, en algunos lugares se utilizan para envenenar otros animales como los perros. Muy rara vez, se encuentra estricnina mezclada con las “drogas de la calle" como el LSD, la heroína y la cocaína es decir son adulteradas con este alcaloide. Como puede ser expuesto a la Estricnina? Si se produce la liberación de la estricnina en el agua, usted puede estar expuesto al beber del agua contaminada. Si se produce la contaminación de los alimentos con estricnina, usted puede estar expuesto al consumir los alimentos contaminados. También es posible absorber la estricnina por medio de las membranas de la nariz, los ojos o la boca. Por ejemplo, una persona puede envenenarse al inhalar el polvo de estricnina que ha sido liberado en el aire. La estricnina puede fumarse o ser inhalada como parte de las sustancias de las drogas de la calle. Se ha informado de casos de envenenamiento por estricnina como consecuencia de inyección intravenosa y debido a su inhalación por la nariz Aplicaciones y Dosis Inapetencia, astenia, dispepsias hipo secretoras. Hipotensión arterial, arritmia extrasistólica. Depresión respiratoria, incontinencia urinaria, enuresis nocturna. Astenia sexual.

Dosis

tóxicas

La dosis letal potencial estimada ha sido difícil de definir. La dosis tóxica para la estricnina es de 0,2 mg%, la concentración tóxica en sangre tiene rangos de 0,5-90 ug/ml. La dosis letal oral estimada en gatos es de 0,35 mg/kg, 0,4mg/kg en perros y 3,5 mg/kg en quilos. La dosis terapéutica máxima en adultos es de 1-4 mg/24 h, la dosis puede aumentarse en pacientes coreicos, alcohólicos y comatosos por fármacos depresores del SNC. La dosis terapéutica en niños es de 200 ug/kg/día oral y 600 ug/kg/día IV .Con un límite de exposición de 0,15 mg/m3, y una concentración mortal en sangre de 0,9-1,2 mg%. La exposición mínima letal en un niño es de 5-10 mg, mientras que en adultos se reportan ámbitos de 30-120 mg. La dosis letal intranasal, intravenosa y subcutánea es probablemente menor